цКЮБМЮЪ ЯРПЮМХЖЮ яКСВЮИМЮЪ ЯРПЮМХЖЮ
йюрецнпхх:
юБРНЛНАХКХюЯРПНМНЛХЪаХНКНЦХЪцЕНЦПЮТХЪдНЛ Х ЯЮДдПСЦХЕ ЪГШЙХдПСЦНЕхМТНПЛЮРХЙЮхЯРНПХЪйСКЭРСПЮкХРЕПЮРСПЮкНЦХЙЮлЮРЕЛЮРХЙЮлЕДХЖХМЮлЕРЮККСПЦХЪлЕУЮМХЙЮнАПЮГНБЮМХЕнУПЮМЮ РПСДЮоЕДЮЦНЦХЙЮоНКХРХЙЮоПЮБНоЯХУНКНЦХЪпЕКХЦХЪпХРНПХЙЮяНЖХНКНЦХЪяОНПРяРПНХРЕКЭЯРБНрЕУМНКНЦХЪрСПХГЛтХГХЙЮтХКНЯНТХЪтХМЮМЯШуХЛХЪвЕПВЕМХЕщЙНКНЦХЪщЙНМНЛХЙЮщКЕЙРПНМХЙЮ
иЗМЕРЕНИЕ ИОННЫХ ТОКОВ, ВЫЗВАННЫХ АХ
|
|
Каким образом АХ вызывает входящий ток в концевой пластинке? Эксперименты, прове-
Глава 9. Основы прямой синоптической передачи 177
|
| Рис. 9.10. Визуализация распределения АХ рецепторов в нервно-мышечном соединении. (А) Флуоресцентная микрофотография кожно грудной мышцы лягушки, окрашенной a бунгаротоксином, связанным с родамином. (В) Электронная микрофотография поперечного среза нервно-мышечного соединения кожно грудинной мышцы, окрашенного a бунгаротоксином, связанным с пероксидазои хрена. Электронно-плотный продукт реакции заполняет всю синаптическую щель. (С) Авторадиограмма нервно-мышечного соединения, окрашенного [125I]-a-бунгаротоксином. Серебряные гранулы, отмеченные стрелками, сконцентрированы на верхней части постсинаптических складок. Fig. 9.10. Visualizing the Distribution of ACh Receptors at the neurornuscular junction. (A) Fluorescence micrograph of a frog cutaneous pectoris muscle fiber stained with rhodamine a bungarotoxin. (B) Electron micrograph of a cross section of a frog cutaneous pec tons neurornuscular junction labeled with HRP-a bungarotoxin Dense reaction product fills the synaptic cleft. (C) Autoradiograph of a neuromuscular junction in a lizard intercostal muscle labeled with [125I]-o-bungarotoxin. Silver grains (arrows) show that receptors are concentrated at the tops and along the upper third of the junctional folds. (A kindly provided by W. J. Betz; В kindly provided by U. J. McMahan; С from Salpeter, 1987, kindly provided by M. M. Salpeter.) |
денные Феттом и Катцем, позволили сделать вывод о том, что АХ вызывает значительное неспецифическое увеличение проводимости постсинаптической мембраны для маленьких ионов 33). Две методики были использованы для исследования изменения проводимости, вызываемой АХ. В одной из них использовались радиоактивные изотопы и было показано, что возрастает проводимость ионов натрия, калия и кальция, но не хлора 48). Этот эксперимент является убедительным доказательством тому, какие ионы вовлечены в изменение проводимости, но не дает информации о деталях этих изменений, их кинетике или потенциалзависимости. Эта информация была впервые получена А. Такеуши и Н. Такеуши, которые использовали метод двухэлектродной фиксации мембранного потенциала в мышечных волокнах 49). Дизайн этого эксперимента изображен на рис. 9.11 А. Два микроэлектрода вводятся в область концевой пластинки мышечного волокна лягушки — один
из их регистрирует мембранный потенциал (Vm), a через другой пропускается ток для фиксации потенциала на заданном уровне. Постсинаптические рецепторы активируются либо АХ, освобождаемым из двигательного нерва, либо путем прямой ионофоретической аппликации. Впоследствии схожие эксперименты были проведены 50) на мышечных волокнах, обработанных глицерином, что предотвращает сокращение мышечного волокна при его деполяризации, но имеет также и тот недостаток, что мышечные волокна находятся в искусственно деполяризованном состоянии. Результаты, полученные на обработанном глицерином мышечном волокне, показаны на рис. 9.11В. При мембранном потенциале, фиксированном на уровне -40 мВ, стимуляция нерва вызывает входящий ток, который вызвал бы деполяризацию мышечного волокна в том случае, если бы потенциал мышечного волокна не фиксировался. При более· отрицательных потенциалах ток через концевую
178 Раздел II. Передача информации в нервной системе
| 
|
| Рис. 9.11. Потенциал реверсии синаптических токов, измеренный в условиях фиксации потенциала. (А) Схема регистрации токов двигательной концевой пластинки в условиях фиксации потенциала. (В) Синаптические токи, зарегистрированные при мембранных потенциалах от — 120 до +38 мВ. При отрицательных значениях мембранного потенциала синаптические токи имеют входящее направление. Если мембранный потенциал не фиксировать, то входящий ток приведет к деполяризации мышечного волокна. При положительных значениях мембранного потенциала синаптические токи направлены из клетки наружу. (С) Зависимость амплитуды синаптического тока от мембранного потенциала близка к линейной и потенциал реверсии синаптических токов находится около 0 мВ. Fig. 9.11. Reversal Potential for Synaptic Currents measured by voltage clamp recording. (A) Scheme for voltage clamp recording at the motor end plate. (B) Synaptic currents recorded at membrane potentials between -120 and +38 mV. When the muscle membrane potential is clamped below 0 mV, synaptic current flows into the muscle. | 
Such inward current would depolarize the muscle if it were not voltage-clamped. When the end plate potential is clamped above 0 mV, synaptic current flows out of the cell. (C) Plot of peak end plate current as a function of membrane potential. The relation is nearly linear, with the reversal potential close to 0 mV. (After Magleby and Stevens, 1972.)
|
пластинку увеличивался, а при деполяризации мембраны — уменьшался. При еще большей деполяризации токи меняли направление и становились выходящими.
Зависимость амплитуды тока концевой пластинки от мембранного потенциала показана на рис. 9.11C. Ток реверсирует, т. е. меняет направление со входящего на выходящий около 0 мВ на постсинаптической мембране. Значение мембранного потенциала, при котором происходит реверсия тока, называется потенциалом реверсии (V r ). В более ранних экспериментах потенциал реверсии составил около -15 мВ 51).